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Interview mit Hyeonjong Jo (Südkorea)

2 Antworten

Autor: Maggie Haller

Das Medakafieber greift um sich. Neben Europa tut sich auch in Nordamerika langsam was. Aus Asien hört man aber abgesehen von Japan recht wenig. Vermutlich liegt es an einer Mischung aus Sprachbarriere und Distanz. Deshalb habe ich meinen Freund Hyeonjong gebeten, mir mal nach Vorlage von Axels Medaka Interview ein bisschen was über die Medakaszene im Land der Morgenstille zu erzählen.

Miyuki Medaka und Seerose

Maggie Haller
Hallo Hyeonjong! Danke, dass ich dich interviewen darf! Wie bist du denn zu den Medaka gekommen? Seit wann hältst du sie und was fasziniert dich an ihnen?

Hyeonjong Jo
Ich fasziniere mich für Tiere schon seit ich klein war. Mein Großvater hatte bereits Aquarien, ich wuchs also damit auf. Und als ich dann im Aquaristikladen sah, dass Hi Medaka verkauft wurden, nahm ich sie mit und zog sie auf. Das war der Beginn meiner Medakazucht. Mittlerweile halte und züchte ich Medaka seit 10 Jahren. Ich denke, was Medaka so besonders macht, ist ihre Widerstandsfähigkeit. Sie fressen nahezu jedes Futter und können auch im Winter draußen gehalten werden.

Red Emperor Medaka

Maggie Haller
Welche Stämme hast du? Hältst du neben den Medaka noch andere Tiere?

Hyeonjong Jo
Zur Zeit halte ich Hi Medaka, Shiro Medaka, Red Emperor, Deep Sea, Amber Lamé, Gold Lamé, Black Aurora Lamé, Red & White Lamé, Tricolor Lamé, Shiro Lamé, Mebina Lamé, White Miyuki und eine wilde Oryziasvariante aus Korea. Die meisten meiner Fische sind Miyuki und Red Emperor [Anm.: Hierzulande als Red King bekannt].

Ich halte aber nicht nur Medaka. Süßwasserfische, Meerwasserfische, Hunde, Katzen … Ich hatte früher auch ein Pferd.

Wildfänge aus Korea

Maggie Haller
Mir sind einige Unterschiede aufgefallen zwischen der Medakahaltung in Japan und hier in Europa. Wie hältst du deine Medaka?

Hyeonjong Jo
Viele Leute hier halten ihre Medaka genau wie Guppys und im Vergleich zu Japan züchten die Koreaner viel mehr drinnen als draußen. Ich selbst halte meine Medaka draußen in Bottichen, in denen auch Seerosen und Lotus wachsen. Gefüttert wird hauptsächlich mit Wasserflöhen und kommerziellem Fischfutter. Zusätzlich fressen die Medaka auch die Mückenlarven, die in den Bottichen natürlich vorkommen.

Medakazucht in Korea

Maggie Haller
Hier in Europa wächst die Fangemeinde langsam aber sicher. Wie ist das in Korea? Gibt es viele Medakahalter und -züchter? Woher bekommt man Medaka in Korea normalerweise?

Hyeonjong Jo
In Korea gibt es bei weitem nicht so viele Züchter wie in Japan, aber vermutlich mehr als in Europa. Die Anzahl wächst stetig Schritt für Schritt. Wenn man Medaka sucht, bekommt man einige Varianten im Aquaristikgeschäft oder natürlich beim Züchter.

Maggie Haller
Was wünscht du dir für die Medakaszene in Korea und international?

Hyeonjong Jo
Ich hoffe, dass Medaka noch beliebter werden als Guppys und noch mehr verschiedene Stämme nach Korea importiert werden. Ich würde mich sehr freuen, wenn sich Österreich, Deutschland und Korea in Zukunft noch viel über Medaka austauschen könnten!

Miyuki Medaka im Seerosen Becken

Die Eientwicklung beim Medaka in Bildern

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Autor: Maggie Haller ( AUT)

Einer der Gründe, warum ich Medaka so liebe, ist, dass man die Entwicklung der Fischlarven durch die durchsichtige Eihülle super beobachten kann. Dazu gibt es eine ausgezeichnete Publikation, in der die einzelnen Phasen der Embryonalentwicklung des Medaka inklusive Abbildungen beschrieben sind. Das ist aber alles sehr wissenschaftlich, also habe ich eine abgespeckte Version davon erstellt.

Das Alter eines Medaka misst man übrigens am besten in seiner Körperlänge! Egal ob im Ei oder schon draußen. Die Entwicklingsdauer kann nämlich je nach Temperatur stark variieren und ist somit kein guter Richtwert.

Übrigens lässt sich zwar mit freiem Auge einiges erkennen, ich empfehle aber trotzdem eine Lupe oder – ein bisschen moderner – ein Makroobjektiv. 

Von der Befruchtung bis zum Schlupf…

0- 12 Stunden: Viele kennen es bestimmt noch aus dem Biologieunterricht: Die erste Zellteilung, dann die zweite, dritte… bis ein vielzelliger Zellhaufen entsteht, die Morula. Dieser formt erst eine Blase aus mit einer einzigen Zellschicht als Außenwand. Diese sogenannte Blastula stülpt sich um, sodass die dreischichtige Gastrula entsteht. Ab diesem Zeitpunkt hat der Embryo eine klar definierte Vorder- und Rückseite. 

Der Entwicklungsbiologe Lewis Wolpert sagte dazu „Es ist nicht die Geburt, die Hochzeit oder der Tod, sondern die Gastrulation, welche in Wirklichkeit der wichtigste Zeitpunkt in deinem Leben ist.“ In den drei Schichten der Gastrula finden sich die Grundlagen der Organentwicklung in den folgenden Stufen.

Im Ei kann man mit etwas Glück den Zellhaufen erkennen – vor allem sieht man aber die Öltröpfchen, die sich auf einer Seite im Ei sammeln.

1-3 Tage: Aus der Gastrula formt sich der Embryo. Gleich zu beginn setzt die Entstehung des Gehirns und Nervensystems ein. Ziemlich früh entstehen außerdem unvollständige Augen und auch die Anlage für das Herz wird bald gebildet. Ein wichtiger Meilenstein ist das Einsetzen des Herzschlages, das man mit einem Hilfsmittel gut im Ei erkennen kann! Bei warmen Temperaturen geschieht das bereits am zweiten Tag. Außen auf dem Dottersack erscheinen zu dieser Zeit schwarze Punkte (Melanophoren). 

4-5 Tage: In der Zeit in der der Embryo 3/4 bis die volle Länge des Dotters umspannt, beginnen sich die Kiemen, Ohren, Nieren und Schwimmblase zu entwickeln. Auch bei den Augen sieht man große Veränderungen. Sie sind jetzt auch mit freiem Auge erkennbar. Wie weit der Schwanz um den Dotter reicht, ist generell ein guter Maßstab dafür, wie weit er Embryo entwickelt ist. Selten, aber doch bewegt sich der Embryo.

6-8 Tage: Wenn die Schwanzspitze den Bereich zwischen den Augen erreicht, ziehen sich auch die Farbzellen über die gesamte Körperlänge. Diese Färbung ist allerdings abhängig von der Zuchtform. Wer sehr gute Augen hat, kann sogar ohne Hilfsmittel Organe und den Blutkreislauf beobachten. Jetzt erst beginnt die Entwicklung von Milz und Flossen. Mit etwas Glück erkennt man auch die gelb bis gelb-grünliche Gallenblase. Währenddessen bewegt sich die Schwanzspitze weiter an den Augen vorbei und der Platz im Ei wird immer knapper.

9-10 Tage: Augen, Flossen und der Mund bewegen sich nun sehr häufig und die Embryonen drehen sich öfter im Ei um. Wenn die Schwanzspitze die Brustflossen erreicht, ist es höchste Zeit für den Schlupf. Mit einer Drehung reißen die Medakalarven die Eihülle auf und schlüpfen – mit dem Schwanz voran. 

Direkt nach dem Schlupf tragen die Medaka noch einen Dottersack mit sich rum, den sie in den ungefähr den nächsten 24 Stunden komplett aufbrauchen. Hinter dem Kopf auf der linken Seite der Wirbelsäule kann man als roten Punkt die Milz erkennen. Die frisch geschlüpften Medakababies sind noch keine vollständig entwickelten Fische, sondern Fischlarven. Flossen und Verdauungstrakt sind noch unterentwickelt. Erst, wenn die Fische 1.5 bis 2.5 cm lang sind, sind sie vollständig entwickelt und das Larvenstadium abgeschlossen. 

Methylenblau in der Medakazucht

3 Antworten

Autor: Maggie Haller (AUT)

Diesen Artikel habe ich bereits letztes Jahr verfasst, dennoch sind Mittelchen wie Methylenblau weiterhin beliebt in der Medakazucht. Selbst in Protokollen für die Laborhaltung und -zucht wird Methylenblau empfohlen. Dabei ist es ziemlich interessant, dass es gar nicht so viele Belege für die Wirksamkeit gibt.

Aber: Die Wirksamkeit und Verträglichkeit von Methylenblau (MB) lassen sich nicht verallgemeinern und sind von Fischart zu Fischart unterschiedlich. Im schlimmsten Fall richtet man mit der falschen oder ungenauen Dosierung sogar Schaden an. Dazu kommt, dass MB auch für den Menschen nicht ganz ungefährlich ist. Es gibt super Alternativen gegen Laichverpilzung, durch die die Verwendung von MB eigentlich nicht notwendig ist: Zum Beispiel Wasserwechsel und/oder Salz. Wenn man – aus welchem Grund auch immer – gar nicht um die Verwendung von MB herumkommt, sollte die Behandlungsdauer immer so kurz wie möglich gehalten werden.

Bei Park et al. (2019) führte Methylenblau zu einer geringeren Überlebensrate der Eier – die Einsatzkonzentration war aber auch um ein Vielfaches höher, als wir normalerweise verwenden würden. Also schauen wir uns einmal Studien an, bei denen die Einsatzkonzentration näher an den empfohlenen 2 mg/L liegt:

Chambel et al. (2014) haben Eier vom Zebrabärbling (D. rerio), Trauermantelsalmler (G. ternetzi) und Skalar (P. scalare) mit Konzentrationen von 0.5 bis 3 mg/L inkubiert. Die Skalare lasse ich außen vor, da die Schlupfrate der Kontrollgruppe beinahe 0 ist und somit die Ergebnisse nicht aussagekräftig sind. Bei den übrigen beiden Arten kommt die Studie zu komplett unterschiedlichen Ergebnissen! Während es beim Trauermantelsalmer bei 3 mg/L zu einer eindeutigen Verbesserung der Schlupfrate kam, gibt es beim Zebrabärbling keinen Unterschied zur Kontrollgruppe ohne MB.

Yeasmin et al. (2016) machte einen ähnlichen Versuch mit Karpfen (C. carpio) und MB-Konzentrationen von 1-5 mg/L. Dabei waren eine Verbesserung der Schlupfrate bei 1 und 3 mg/L und eine Verschlechterung bei 5 mg/L zu erkennen. Als Referenz ist ein Bild angehängt: die ersten drei Küvetten zeigen 2, 3 und 5 mg/L. Besonders kritisch sehe ich dementsprechend auch das Verdünnen „nach Augenmaß“ – zumindest traue ich mir nicht zu, nach Farbintensität die 3 und die 5 mg/L zu unterscheiden – was (beim Karpfen) bereits den Unterschied zwischen Erfolg und Misserfolg ausmacht!

In allen Büchern zur Fischmedizin, die ich kenne, wird Methylenblau, wenn überhaupt, nur kurz angesprochen – meistens als Mittel gegen Nitritvergiftung. Khoo (2000) schreibt sogar explizit, dass es nicht ausreichend Belege gibt, dass eine Verwendung von MB gegen Laichverpilzung helfen würde.

Dabei gibt es etliche gute Alternativen. Gerade für Medakazüchter wird interessant sein, dass Yeasmin et al. (2016) beobachten konnten, dass Kochsalz (NaCl) gleich gut wirkt, wie MB. 1g/L NaCl führte zu einer ähnlich guten Schlupfrate wie 1 mg/L MB und auch die Hemmung des Bakterienwachstums war ähnlich. (Natürlich muss auch beim Salz abgewogen werden, ob eine Fischart dieses verträgt).

Gründe, die für die Verwendung von MB sprechen, gibt es also eher wenige. Im Gegenteil, Studien belegen, dass neben akuter und Langzeittoxizität, bei Fischen auch teratogene Effekte (Fehlerhafte Entwicklung) auftreten. So gab es bei Skalaren Probleme mit der Schwimmblase und bei amerikanischen Dickkopfelritzen (Pimephales promelas) kam es zu schlechterem Wachstum.

Als Photosensibilisator greift MB in Verbindung mit Licht die Zellen an. Das bedeutet auch, dass alle Werte nur mit großer Vorsicht genossen werden können, da Licht MB um ein vielfaches aggressiver macht. Darüber hinaus wird MB nach GHS als irritierend und korrosiv eingestuft, es kann also auch für den Menschen schädlich sein.

Meine persönliche Empfehlung ist immer, auf Zusätze zu verzichten. Stattdessen wählt man am besten einfach ein etwas größeres Gefäß, wechselt regelmäßig das Wasser und wäscht sich vor dem Hantieren mit den Eiern gut die Hände mit Seife.

Verdünnngsreihe Methylenblau

Quellen:

Chambel, J., Costa, R., Gomes, M., Mendes, S., Baptista, T., & Pedrosa, R. (2014). Hydrogen peroxide, iodine solution and methylene solution highly enhance the hatching rate of freshwater ornamental fish species. Aquaculture International, 22(6), 1743-1751. doi: 10.1007/s10499-014-9779-1

Khoo, L. (2000). Fungal diseases in fish. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine, 9(2), 102-111. doi: 10.1053/ax.2000.4623

Kinoshita, M., Murata, K., Naruse, K., & Tanaka, M. (2009). Medaka: Biology, Management, and Experimental Protocols. John Wiley & Sons.

Methylene blue. (n.d.). Retrieved from https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/Methylene-blue on 23.11.2019.

Noga, E. J. (2010). Fish Disease: Diagnosis and Treatment. Somerset: Wiley.

Park, I.-S., Baek, S.-W., & Moon, K. H. (2019). The Sterilization Effect of Methylene Blue, Formalin, and Iodine on Egg and Adult Stage of Marine Medaka, Oryzias dancena. Development & Reproduction, 23(3), 199-211. doi: 10.12717/dr.2019.23.3.199

Rifici, L. M., Cherry, D. S., Farris, J. L., & Cairns, J. (1996). Acute and subchronic toxicity of methylene blue to larval fathead minnows (Pimephales promelas): Implications for aquatic toxicity testing. Environmental Toxicology and Chemistry, 15(8), 1304-1308. doi: 10.1002/etc.5620150807

Tuite, E. M., & Kelly, J. M. (1993). New trends in photobiology. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 21(2-3), 103-124. doi: 10.1016/1011-1344(93)80173-7

Yeasmin, S. M., Rahman, M. A., Hossain, M. M. M., Rahman, M. H., & Asif, A. A. (2016). Identification of causative agent for fungal infection and effect of disinfectants on hatching and survival rate of common carp (C. carpio) larvae. Asian Journal of Medical and Biological Research, 1(3), 578-588. doi: 10.3329/ajmbr.v1i3.26481